lunes, 22 de febrero de 2016

Azul Alcian (para muestras citológicas)

Azul alcian (citologías)

El colorante tienen un carácter básico y soluble en agua. Una característica interesante de está tinción es que dependiendo del pH pueden teñir diferentes tipos de polisacáridos (pH 1.0 para polisacáridos sulfatados, pH 2.5 ácidos siálicos y urónicos).
Esta tinción se utiliza para teñir polisacáridos ácidos como los que se encuentran en el cartílago y otras estructuras. Esta tinción se puede combinar con varias tinciones como las H-E, PAS y Van Gienson.
Hay que destacar que este protocolo está hecho para ser empleado en muestras citológicas, para biopsias el protocolo cambiaría.


Protocolo

  • Fijar en alcohol de 96º durante 40 minutos o 1 hora
  • Hematoxilina (de Carrazi por ejemplo) durante 5 mintutos
  • Lavar con agua 
  • Azul alcian 20' 
    • 1g de colorante
    • 97ml de agua destilada
    • 3 ml ácido acético glacial
  • Lavado con agua destilada
  • Eosina alcohólica 2 minutos
  • Deshidratar en alcoholes crecientes hasta llegar a xilol (en cada paso 5 minutos, para una mejor deshidratación).

Resultado
  • Mucinas ácidas, proteoglicanos, ácido hialurónico --> azul 
  • Glucógeno, mucinas neutras, glicoproteínas --> magenta/rojo
  • Mucinas mixtas -->purpura/azul 



viernes, 19 de febrero de 2016

Protocolo para Ziehl-Neelsen

Tinción de Ziehl-Neelsen

Esta técnica es usada para la determinación de unas bacterias que son resistentes al alcohol ácido, como puede ser la bacteria de la tuberculosis (Mycrobacterium tuberculosis).  Estas bacterias tienenuna pared característica que les proporciona dicha resistencia. El protocolo siguiente es una variante llamda Tinción de Kinyoun o "en frío", por lo que hay distintos protocolos para este tipo de muestras.

Protocolo

La muestra la comenzamos desde el xilol, se dejan sumergidas en el xilol 20 minutos como mínimo, aunque lo habitual son dos baños de 20 minutos cada uno para quitar los restos de parafina.

·         Hidratación en alcoholes decrecientes para preparar al tejido cuando le vayamos a poner el colorante hidrofílico. Para ello estarán en los alcoholes 100º, 96º, 80, 70, 50º, 5 minutos, terminando en el agua destilada también 5 minutos.
·         Posteriormente lo tratamos con la ferrol fucsina durante 30 minutos, la ferrofucsina se prepara de la siguiente forma:
o   Fucsina básica 0,3 gramos
o   Alcohol 96º 10ml
o   Solución acuosa de fenol al 5 %, 90ml
·         Lavado de agua, preferiblemente de agua destilada
·         Decolorar con alcohol-ácido, el tiempo para este paso depende del tejido del que estemos tratando, por lo que tendremos que tener cuidado en este punto.
o   97ml de alcohol 96º
o   3ml de ácido clorhídrico
Las bacterias y otras estructuras que sean resistentes al alcohol ácido serás las que permanecer con el color mientras que el resto del tejido se decolora y se teñirá con otro colorante de contraste.
·         Lavar con agua corriente durante 8 minutos, con la finalidad de parar la acidez que se le proporcionó en el paso anterior.
·         El colorante de contraste en este caso se utilizará el azul de metileno, pero se puede contrastar con otro colorante que proporcione un color diferente al primero y que se ajuste a las características del ensayo.
o   Por lo que en el azul de metileno estará 30 minutos
§  0,3 gramos del colorante
§  100 ml de agua destilada
·         Después del contraste se lava en agua corriente y a continuación con agua destilada.
·         Finalmente se procede a realizar la deshidratación en alcoholes crecientes terminando en el xilol, en cada uno de los alcoholes tendrá que estar de 2-5 minutos, al igual que en el xilol.

El resultado para esta tinción es:
-          Las bacterias y estructuras alcohol-ácido resistente serán de color rojo

-          El resto del tejido o fondo será de color azul. 


Fig 1. Resultado de la técnica donde se presentan las bacterias alcohol-ácidas resistentes, foto extraída de Wikipedia. 

Referencias
- Foto de Wikipedia que la podéis encontrar junto a más información en: https://es.wikipedia.org/wiki/Tinci%C3%B3n_de_Ziehl-Neelsen

jueves, 18 de febrero de 2016

Técnica de Fibras con hematoxilina de Heidenhain

Por el bien de difundir los conocimientos y viendo que, a la hora de aclarar mis dudas sobre la técnica, en Internet no hay nada claro por lo que os dejo el protocolo que he realizado para tejido nervioso. Antes de comenzar, por lo que he visto por Internet, dependiendo del animal del que proceda el tejido las concentraciones de los reactivos pueden variar.
Para empezar se comienza con una hidratación en alcoholes decrecientes durante 5 minutos en cada uno de ellos.
  • 96º
  • 80º
  • 70
  • 50
Terminando en dos baños de agua destilada durante 5 minutos cada uno de ellos.
Posteriormente se introduce en el mordiente
  • Ferric ammonium sulfate (FAS) al 2,5% durante 45 minutos
Después de este paso lo tendríamos que lavar con agua destilada un tiempo para quitar el exceso del mordiente.
Tras el lavado lo introducimos en la solución del colorante, que en nuestro caso es la hematoxilina de Heidenhain 10% y carbonato de litio al 1%
  • La hematoxilina de Heidenhain se encuentra en una solución alcohólica, por lo que se realizará tres días antes al uso, con 5g de la Htx de Heidenhain y 50ml de alcohol absoluto mantenido en agitación.
Una vez terminada la Htx, con sus tres días en reposo (sin agitación), se procede a realizar la solución que se va a utilizar, siendo los porcentajes citados anteriormente. Las preparaciones se mantienen en esta solución durante 1h o 2h.
Es importante destacar que la concentración del cloruro de litio hará que la tinción esté más o menos teñida. A mayor concentración de cloruro de litio menos teñido se tendrá el tejido.
Al acabar con la Htx, se lava en agua destilada para retirar el exceso de Htx.
Finalmente para poder montar las preparación se deshidratan en alcoholes crecientes durante 5 minutos
  • 80º
  • 96º
  • 100º
  • xilol
El resultado macroscópico esperado, variando las concentraciones de Htx y del Cloruro de litio es este: